フェルモキシトールがMDSC活性を抑制し、敗血症におけるLPS誘導性免疫抑制を改善

概要

敗血症誘発性免疫抑制は治療失敗の主な特徴の一つと認識されています。強力な免疫抑制能を特徴とする骨髄由来抑制細胞（MDSC）は、敗血症で増加することが報告されています。FDA承認の鉄剤であるフェルモキシトール（FMT）は腫瘍で免疫調節作用を持つことが示されていますが、MDSCの機能を変化させて後期敗血症の免疫抑制を軽減するかは不明でした。本研究では、FMTがMDSCに免疫調節効果を及ぼし、敗血症後期におけるリポ多糖（LPS）誘導性免疫抑制を改善することを示しました。FMTを取り込んだ細胞の分離と細胞内鉄含量の検出により、MDSCがFMTを取り込むことを確認。低用量FMTはMDSCの生存率に影響せず、in vitroでMDSCの増殖を抑制しました。さらに、FMTはMDSCにおけるArg-1、S100A8、S100A9、p47phoxの発現レベルとROS産生を有意に低下させました。FMTは顆粒球性MDSC（G-MDSC）の割合を減少させ、MDSCをマクロファージへ分化促進しました。また、FMTは肺での白血球浸潤と肺胞壁肥厚、肝臓の壊死領域、および肝機能障害の生化学的マーカーを減少させました。LPS誘導敗血症マウスの脾臓では、G-MDSCと単球性MDSC（M-MDSC）の両方の割合を減少させました。特筆すべきは、FMTがG-MDSCとM-MDSCの両方のT細胞免疫抑制機能を低下させたことです。予想通り、FMTはLPS負荷マウスから単離した脾臓CD11b⁺Gr-1⁺細胞におけるArg-1とp47phoxの遺伝子発現も有意に減少させました。これらのデータは、FMTがArg-1とROS産生を減少させることでMDSCの免疫抑制機能を低下させ、後期敗血症における長期免疫抑制を軽減する可能性を示唆しています。

はじめに

FMTは食品医薬品局承認の鉄剤で、慢性腎臓病（CKD）成人の鉄欠乏性貧血治療に用いられ[1]、造影剤や薬物キャリアとしても広く使用されています[2]。先行研究では、FMTがM2マクロファージをCD86⁺、TNF-α陽性のM1マクロファージ亜型へ表型シフトさせるなど、免疫調節特性を持つことが示されています[3, 4]。しかし、他の免疫細胞へのFMTの効果は検討されていません。

MDSCは強力な免疫抑制能を持つ未熟骨髄細胞の多様な集団です[5]。マウスではMDSCはGr-1⁺CD11b⁺細胞として同定され、ヒトではGr-1ホモログを欠き、CD14⁻HLA-DR⁻CD11b⁺CD33⁺またはCD14⁺HLA-DR⁻CD11b⁺CD33⁺細胞として定義されます[6]。MDSCは顆粒球性（PMN-MDSC/G-MDSC）と単球性（M-MDSC）の2大グループで構成され、両者ともiNOS、ROS、Arg-1の産生を通じて免疫抑制機能を持ちます。Arg-1活性の増加はL-アルギニンを枯渇させ、CD3ゼータ鎖の発現低下によりT細胞増殖を抑制します。iNOSが産生するNOはT細胞のJAK3とSTAT6の機能、MHC II発現を阻害します。ROSはT細胞受容体の翻訳後修飾を誘導し、抗原特異的T細胞を無反応化させる可能性があります[7]。M-MDSCは単球前駆細胞から生じ、適切なサイトカイン条件下でマクロファージと樹状細胞へ分化します。MDSCの知見の多くはがん研究に由来します。近年、急性・慢性炎症性疾患（炎症、熱傷、自己免疫疾患）でもMDSC増加が報告されています[8, 9]。最近、マウスの食道と脾臓でMDSCによる蛍光ナノ粒子の高取り込みが画像研究で報告されました[10]。しかし、FMTが炎症性疾患の発症に関与するMDSC機能を変化させるかは不明です。

敗血症は重篤な感染症に対する制御不能な宿主炎症反応で、生命を脅かす臓器不全を引き起こし、集中治療室での死亡原因の最も多いものです。敗血症は圧倒的な前炎症反応を引き起こし、早期治療がなければ速やかに長期免疫抑制へ移行します。敗血症動物モデル[8, 11]および敗血症患者[12-14]で脾臓とリンパ節でのMDSC増加が報告されています。MDSCなどの免疫抑制細胞の活性化は自然免疫系の過剰反応を制御する上で重要ですが、過剰増殖は過剰免疫抑制を招き、後期敗血症における二次感染と死亡の主要因となります。MDSC増加はリンパ球増殖抑制と相関します。MDSCは骨髄で表型を獲得し、二次リンパ器官へ移動してT細胞応答を阻害し、LPS免疫抑制マウスで増殖を抑制することが報告されています[8]。難治性敗血症患者の多くは免疫抑制状態を示し、敗血症死亡の大半は後期敗血症の免疫抑制によるものです。MDSCを排除すれば、後期敗血症で免疫応答を回復させ有益な効果が得られる可能性があります[15]。したがって、FMTがMDSC機能を調節して後期敗血症免疫抑制を軽減する可能性を仮定しました。

本研究では、FMTのMDSCに対する免疫調節効果を示しました。FMTの磁性を利用し、MDSCがin vitroでFMTを貪食できることを明らかにしました。さらに、FMTがArg-1とROSをダウンレギュレーションすることでMDSCの免疫抑制機能を減衰させることを見出しました。また、in vivo実験でFMTがMDSCのT細胞抑制能を弱めることで、マウスのLPS誘導敗血症後期を改善することを確認しました。我々のデータは、FMTの免疫調節機能が後期敗血症における免疫抑制治療に利用可能であることを示唆しています。

材料と方法

マウス

雄のC57BL/6マウス（8-10週齢）を南京大学モデル動物研究センター（中国南京）から購入。特定病原体フリー（SPF）条件下、24時間明暗サイクルで飼育し、餌と水を自由摂取させました。すべてのマウス実験は南京大学機関動物実験委員会の承認を得ています。

プルシアンブルー染色

細胞内FMT分布を、パール法プルシアンブルー染色キット（Solarbio、中国）を用いて製造元の指示に従い検出。簡略には、細胞を4%パラホルムアルデヒドで15分固定し、10%フェロシアン化カリウムで25-30分インキュベート、洗浄後、核ファストレッドで10分対比染色。細胞質に青色粒子を持つ細胞をプルシアンブルー陽性としました。

骨髄由来MDSCの作製

野生型マウスの大腿骨と脛骨をフラッシングして骨髄細胞を採取し、赤血球溶解を行いました。骨髄細胞を、10% FBS、1%ペニシリン/ストレプトマイシン（Gibco、CA）、40 ng/mL GM-CSF（Miltenyi Biotech、ドイツ）、40 ng/mL IL-6（Miltenyi Biotech、ドイツ）を含む完全RPMI-1640培地で、37°C、5% CO₂インキュベーターで4日間培養。非接着細胞を回収し、さらなる実験に用いました。

細胞生存率アッセイ

セルカウンティングキット-8（Dojindo、熊本、日本）を用いて製造元の指示に従い細胞生存率を解析。簡略には、MDSC（5×10³）を96ウェルプレートに播種し、37°C、5% CO₂で培養後、培地をFMT（250, 500, 1000, 2000 μg/mL）含有新鮮培地に置換し24時間培養。上清を除去し、CCK-8溶液含有培地を添加、37°Cで3時間インキュベート後、Gen5マイクロプレートリーダー（BioTek、USA）で450 nm吸光度を測定。

総RNA抽出とリアルタイムPCR

TRIzol試薬（Invitrogen、USA）で総RNAを抽出し、Nanodrop分光光度計（Thermo Scientific、USA）で定量。HiScript II 1st strand cDNA合成キット（Vazyme Biotech、中国）で逆転写。SYBR Green PCRキット（Bio-Rad、CA）を用い、Applied Biosystems StepOne-PlusリアルタイムqPCRシステム（Applied Biosystems、CA）でリアルタイム定量PCRを実施。遺伝子発現は2^−ΔΔCt法でGAPDHに正規化。プライマー配列は追加ファイル1：Table S1に記載。

フローサイトメトリー

組織をコラゲナーゼD（1 mg/mL）とDNase I（0.1 mg/mL）を含むHanks平衡塩溶液で37°C、30分処理し単細胞懸濁液を調製。脾臓の赤血球を溶解。70μmセルストレーナーで濾過し、300g、5分、4°Cで遠心分離してリンパ球を回収。洗浄後、FcRブロッキング試薬（Miltenyi Biotech、ドイツ）で10分処理し、以下の抗体で20分染色：FITC標識anti-CD11b、anti-CD11c、anti-CD4、anti-CD8；PE標識anti-Ly6G；APC標識anti-Ly6C、anti-CD3、anti-F4/80、anti-MHC II（BioLegend、CA）。洗浄後、FACS Calibur（BD、CA）で検出し、FlowJo 7.6（Tree Star、USA）で解析。

H&E染色

肝臓と肺組織を4%リン酸緩衝ホルマリンで固定。パラフィン包埋し、5μm厚切片をヘマトキシリン・エオシン染色して光学顕微鏡観察。

酵素免疫測定法（ELISA）

血清TNFα、MCP-1、IL-1βレベルを特定ELISAキット（Dakewe、中国）で製造元指示に従い測定。各サンプルを二重測定。

ROS検出

細胞内ROSを2,7-ジクロロジヒドロフルオレセインジアセテート（DCFH-DA）キット（Beyotime、中国）で製造元指示に従い測定。簡略には、細胞をPBSで2回洗浄し、5μM DCFH-DAで37°C、暗所、30分インキュベート。RPMI-1640培地で洗浄しPBSに再懸濁。フローサイトメーター（BD、CA）で細胞内緑色蛍光を解析。

T細胞増殖アッセイ

野生型マウス脾臓からCD3ε MicroBeadキット（Miltenyi Biotech、ドイツ）で総CD3⁺T細胞を濃縮し、CFSE染色（Invitrogen、USA）。抗CD3/CD28抗体誘導T細胞増殖では、抗CD3抗体（1μg/mL）と抗CD28抗体（1μg/mL）でT細胞を活性化。FMT処理またはビークル処理マウスの脾臓から、Myeloid-Derived Suppressor Cell Isolationキット（Miltenyi Biotech、ドイツ）でG-MDSC（Gr-1^highLy-6G⁺）とM-MDSC（Gr-1^dimLy-6G⁻）を単離。MDSCをCFSE標識CD3⁺T細胞と1:1比で96ウェルフラットボトムプレートで3日間共培養。CFSEは分裂ごとに娘細胞へ均等分配されるため、フローサイトメトリーで増殖を判定。ソート後の純度は>90%。

統計解析

すべての統計はGraphPad Prism 6（GraphPad Software、CA）で計算し、平均±標準偏差（SD）で表示。2群間差はMann-Whitney U検定または対応なし両側Studentのt検定。多群比較は一元配置分散分析（ANOVA）。すべての実験を最低3回繰り返し。p<0.05を統計的有意と判定。

結果

多数のMDSCがFMTを取り込む

FMTを取り込んだ細胞がMACS MicroBeadsで分離されるか検証するため、FMT（1000 ng/mL）で24時間処理したマクロファージの細胞内鉄含量をプルシアンブルー染色で検出。細胞を磁気分離前、磁気選択されたFMT陽性細胞（FMT+）、磁気非分離細胞（FMT-）の3群に分けました。プルシアンブルー染色では、磁気選択細胞の大部分が陽性でした（図1a）。MDSC、マクロファージ、樹状細胞（DC）のFMT貪食能を比較するため、FMT処理（6, 12, 24, 48時間）したナイーブC57BL/6マウスの脾臓細胞を単離。脾臓細胞を磁気分離前とFMT陽性細胞の2サブセットに分け、フローサイトメトリー解析の結果、MDSCのほぼ60%、マクロファージの60%以上が12-48時間でFMTを蓄積しました（図1b, c）。DCでは24時間で約40%のみがFMT陽性でした。これらのデータは、マクロファージと同様にMDSCもFMTを取り込み、FMTがMDSC機能に影響を与える可能性を示唆しています。

MDSC、マクロファージ、DCのFMT取り込み能。a マクロファージをFMT（1000 ng/mL）で24時間処理後、プルシアンブルー染色で3群（磁気分離前、磁気選択FMT+、磁気非分離FMT-）の細胞内鉄存在と沈着を確認。b ナイーブC57BL/6マウス脾臓細胞をFMTで6, 12, 24, 48時間インキュベート。FACS解析でMDSC、マクロファージ、DCの2サブセット（磁気分離前、FMT陽性）での割合。c FMT陽性細胞/磁気分離前細胞の比率。すべてのデータは各実験群で3回独立実験の代表データで、平均±標準偏差で表示。

FMTがin vitroでMDSC増殖を抑制

FMTがM2マクロファージをCD86⁺、TNF-α陽性M1マクロファージへ表型シフトさせることが報告されています[3]。多数のMDSCがFMTを取り込むことから、FMTがMDSC機能を変化させる可能性を仮定しました。まず、CCK8細胞生存率アッセイでFMT（250, 500, 1000, 2000 μg/mL）のMDSCへの細胞毒性を評価。低用量では生存率に影響せず、最高用量2000 μg/mLでのみ中程度の細胞毒性を示しました（図2a）。次に、異なる濃度のFMTがMDSC生成に影響するか検証。ナイーブC57BL/6マウス骨髄細胞を培地または各濃度FMT（250, 500, 1000, 2000 μg/mL）で4日間培養し、4日目にフローサイトメトリーで解析。GM-CSFとIL-6を0日目に添加。3回独立実験の結果、FMT 1000と2000 μg/mLでMDSC増殖が有意に減少しました（図2b, c）。

FMT各濃度処理後のCD11b⁺Gr-1⁺細胞割合のフローサイトメトリー定量。a 各種FMT濃度で24時間処理後のMDSC生存率をCCK8アッセイで検出。b, c C57BL/6マウス骨髄細胞をGM-CSFとIL-6存在下で各種FMT濃度で4日間培養し、フローサイトメトリーで細胞表型を評価。すべてのデータは各実験群で3回独立実験の代表データで、平均±標準偏差で表示。*p<0.05、**p<0.01、***p<0.001（対応なしStudentのt検定、ビークル単独処理群と比較）

FMTがMDSCの免疫抑制能を低下

MDSCはROSとArg-1産生などでT細胞増殖と効果機能を阻害します。NADPHオキシダーゼ（NOX）複合体のp47phoxサブユニット発現はMDSCでのROS産生を担います[5]。S100A8/A9はMDSCから自己分泌性炎症ループで合成・分泌され、マウスモデルで樹状細胞機能抑制に重要と報告されています[16]。FMTがMDSC機能を変化させるか判定するため、前述の方法で骨髄由来MDSCを作製し、RT-PCRでFMT処理MDSCと未処理対照のmRNA発現を測定。FMT処理MDSCではArg-1、S100A8、S100A9、p47phox発現が有意に低下しました（図3a-h）。次に、対照MDSCとFMT処理MDSCのROSレベルを評価。FMT処理MDSCで有意に低いROSレベルを示しました（図3i, j）。その後、FMT処理群と未処理群のMDSCサブポピュレーション変化を比較。FMTでG-MDSC割合が減少し、M-MDSCがわずかに増加しました（図3k, l）。

FMTによるin vitroでのMDSC機能変化。ビークルまたはFMTで24時間処理した骨髄由来MDSC。a-h 定量的RT-PCRで測定した処理MDSCのArg-1、S100A8、S100A9、p47phox遺伝子発現。i FMTで24時間インキュベートした骨髄由来MDSCのROS産生をFCMで検出。j iの定量データ。k FMT処理群と対照群のMDSCサブポピュレーション。l G-MDSCとM-MDSC割合のFACS解析。すべてのデータは各実験群で3回独立実験の代表データで、平均±標準偏差で表示。*p<0.05、**p<0.01、***p<0.001（対応なしStudentのt検定、ビークル単独処理群と比較）

FMTがMDSCのマクロファージへの分化を促進

FMTがMDSCのマクロファージへの最終分化を刺激するか判定するため、0日目に1000 μg/mL FMTで処理し、1, 3, 5日目にマクロファージ関連マーカーCD11bとF4/80でフローサイトメトリーを実施。1000 μg/mL FMT添加1日後、マクロファージ割合が未処理細胞比で2倍以上有意に増加。同様に3日後と5日後でも有意に増加しました（図4a, b）。

FMTのMDSC分化への効果。a, b 骨髄由来MDSCを1000 μg/mL FMTあり/なしで処理し、1, 3, 5日後のマクロファージ数をFACSで評価。すべてのデータは各実験群で3回独立実験の代表データで、平均±標準偏差で表示。*p<0.05（ビークル単独処理群と比較）

FMTがLPS誘導敗血症マウスの症状を改善

敗血症は組織損傷と関連し、臓器不全と内皮機能不全を招くと報告されています[17]。FMTが後期敗血症症状を軽減するか調べるため、10日後の実験マウスの臓器障害程度を評価。LPS誘導敗血症マウスの肺組織病理学検査では、FMTがビークル処理群と比較して白血球浸潤と肺胞壁肥厚を減少させました。H&E染色でも、FMT処理群ではビークル群に比べ肝臓壊死領域が小さかったです（図5a, b）。さらに、これらの動物での肝機能障害の生化学的マーカーである血清アスパラギン酸アミノトランスフェラーゼ（AST）レベルが、FMT処理群で対照群より有意に低値でした（図5c）。しかし、アラニンアミノトランスフェラーゼ（ALT）レベルには影響しませんでした（図5d）。また、敗血症は炎症性サイトカイン産生増加などの不良転帰と関連すると考えられるため、血清前炎症性サイトカインレベルの変化を評価。LPS注射3時間後の血清TNF-αレベルはFMT処理群でわずかに低値でしたが有意差なし。MCP-1やIL-1βレベルにFMT処理群とビークル群で差はありませんでした（図5e-g）。

FMTによるLPS誘導敗血症マウスの肝障害改善。a マウスにPBSまたは細菌LPS 5 mg/kgを腹腔内投与（0日目）。1時間後と5日目にFMT 10 mg/kgまたは100μL生理食塩水を尾静脈投与。マウスを4群（n=6）に分割：対照（ビークル）、LPSのみ、FMTのみ、LPS+FMT。b 肺と肝臓組織をH&E染色。c-d 血清トランスアミナーゼ（ALTとAST）を測定（n=6）。サイトカインレベル（TNF-α、IL-1β、MCP-1）をELISAで測定。e-g ビークルまたはFMT処理マウスでのLPS誘導敗血症がサイトカイン産生に及ぼす影響。腹腔内LPSチャレンジ（50 mg/kg）後のビークルまたはFMT処理マウス血清サイトカインレベルをELISAで測定。**p<0.01（対応なしStudentのt検定）

FMTがLPS誘導敗血症マウス脾臓のMDSC数を減少

敗血症関連免疫抑制が死亡率を増加させる証拠が蓄積しており[18]、MDSCは免疫抑制ネットワークの主要構成要素と見なされています[8]。G-MDSCが敗血症患者で特異的に増加し、敗血症誘導免疫抑制の主要アクターと報告されています[12]。野生型マウスでFMTがMDSCポピュレーションを調節するか判定するため、C57BL/6マウスに1時間後と5日目に尾静脈投与でFMTを投与。対照群とFMT単独群で脾臓と骨髄のMDSC割合に有意差はありませんでした（図6a, e）。注目すべきは、FMTが骨髄と脾臓の両方でLPS依存的なCD11b⁺Gr-1⁺細胞増加を減少させたことです（図6a, e）、これはin vitro研究と整合します。さらに、FMTは脾臓でG-MDSCとM-MDSC両方の割合を減少させ、骨髄ではG-MDSCのみ減少させました（図6c, g）。これらのデータは、FMTがLPS誘導敗血症マウスの脾臓MDSC数を減少させることを示しています。

FMTによるLPS誘導敗血症マウスのMDSC減少。マウスを4群（n=6）に分割：対照（ビークル）、LPSのみ、FMTのみ、LPS+FMT。a 骨髄のCD11b⁺Gr-1⁺細胞ポピュレーションをFACSで検出。b aの定量データ。c 脾臓CD11b⁺細胞ゲートでのLy6CとLy6G発現のフローサイトメトリードットプロット。d 顆粒球性と単球性サブセット割合の定量。e 脾臓CD11b⁺Gr-1⁺細胞ポピュレーションをFCMで検出。f eの定量データ。g 脾臓CD11b⁺細胞ゲートでのLy6CとLy6G発現のフローサイトメトリードットプロット。h 顆粒球性と単球性サブセット割合の定量。*p<0.05（対応なしStudentのt検定）

FMTがin vivoでMDSCのT細胞免疫抑制特性を低下

CD4とCD8 T細胞を含む複数免疫細胞ポピュレーションの数的減少は、敗血症後の適応免疫応答の主要特徴で、死亡リスク増加や他の不良転帰と関連します[19, 20]。敗血症患者ではMDSCがT細胞ゼータ鎖発現を損なうことでT細胞増殖を抑制することが示されています[21]。後期敗血症でのリンパ球割合を評価するため、マウス敗血症モデルで脾臓CD4とCD8 T細胞割合を測定。FMTによりLPS誘導マウス脾臓のCD4とCD8 T細胞が増加しました（図7a, b）。FMT単独処理群と対照群で脾臓CD4とCD8 T細胞割合に差はありませんでした（図7a, b）。MDSCがin vivoでT細胞増殖を抑制する役割をさらに確認するため、ビークルまたはFMT処理LPSチャレンジマウスの脾臓からMACSでG-MDSCとM-MDSCを単離し、CD3 T細胞と1:1比で共培養。FMT処理がG-MDSCとM-MDSC両方のT細胞免疫抑制機能を低下させることを示しました（図7e, f）。さらに、マウス脾臓から単離したMDSCのArg-1とp47phox発現レベルを測定。予想通り、FMT処理LPSチャレンジマウスから単離した脾臓CD11b⁺Gr-1⁺細胞では、LPSチャレンジマウスと比較してArg-1とp47phox遺伝子発現が有意に減少しました（図7g, h）。これらのデータは、FMTがArg-1とROS産生を減少させることでMDSCの免疫抑制機能を低下させ、後期敗血症における長期免疫抑制を軽減する可能性を示唆しています。

FMTによるMDSC免疫抑制特性の低下。a 脾臓CD3⁺CD4⁺細胞ポピュレーションをFACSで検出。b aの定量データ。c 脾臓CD3⁺CD8⁺細胞ポピュレーションをFACSで検出。d aの定量データ。e マウス由来G-MDSCの抗CD3/CD28刺激誘導T細胞増殖抑制能をFACSで測定（n=3/群）。代表ヒストグラムを表示。f ビークルまたはFMT処理LPSチャレンジマウス由来M-MDSCの抗CD3/CD28刺激誘導T細胞増殖抑制能をFACSで測定（n=3/群）。代表ヒストグラムを表示。g, h ビークルまたはFMT処理LPSチャレンジマウス由来MDSCのArg-1とp47phox mRNA発現

考察

FDA承認鉄剤FMTは、MRI造影剤と薬物キャリアとして広く使用されています。FMTがM1マクロファージ分極を誘導し前炎症性免疫応答を促すことで癌増殖を抑制することが判明し[3]、FMTに免疫調節機能があることが示されました。本研究では、FMT処理MDSCと対照未処理MDSCの表型と機能を比較し、FMTのMDSCへの効果を評価しました。先行研究でMDSCが磁性ナノ粒子を取り込むことが示されています[10]、我々のデータはさらに、FMTが脾臓MDSCのArg-1とROSをダウンレギュレーションすることで免疫抑制機能を減衰させることを実証しました。また、in vitro実験で約5分の1の細胞が5日後には均等にマクロファージへ分化することから、FMTがMDSC分化に直接作用することも示唆されました。FMT曝露マクロファージの表型は検討していませんが、前炎症性M1亜型であると推測されます。結果は明確に、FMTがMDSCの分化と成熟を改善し、後期敗血症で観察されたMDSCポピュレーション減少の基盤となることを示しています。

敗血症は時間とともに変化する複雑な免疫応答を引き起こし、前炎症と抗炎症応答の両方を伴います。先行研究では、敗血症初期の死亡は過剰炎症によるものとされています。Deriveらは、10日目のMDSCを敗血症マウスへ移入すると腹腔内サイトカイン産生が減衰し生存率が改善すると報告しました[22]。より最近、Namkoogらは、クラリスロマイシン前処理がCD11b⁺Gr-1⁺細胞ポピュレーションを拡大することでLPS誘導ショックマウスモデルでの生存率を向上させることを観察しました[23]。彼らはMDSCが敗血症で保護的役割を果たすと記述していますが、彼らが懸念していたのは敗血症初期であることに注意すべきです。ほとんどの敗血症患者は急速に深刻な免疫抑制兆候を示し、この段階での死亡は典型的には二次的な院内感染、しばしば日和見病原体によるものです[24]。過剰なMDSC増殖は持続的免疫抑制の生理学的シンドロームを促進し、不良転帰を招きます[25]。McClureらは、マウスが後期免疫抑制状態に入るとMDSC移入の保護効果を観察しませんでした[26]。彼らは以前、MDSCが進行性敗血症マウスの骨髄、脾臓、リンパ節で大量に増加し、敗血症誘導T細胞抑制に寄与することを示していました[11]。また、Uhelは敗血症患者でM-MDSCとG-MDSCがT細胞機能不全に強く寄与することを報告しています[12]。我々のデータは、FMTがMDSC割合を有意に減少させ、MDSC機能を減衰させて後期敗血症マウスのT細胞数を回復させることを実証しました。したがって、敗血症におけるMDSCの役割を研究する際、初期と後期を明確に区別することが極めて重要です。

Mohusらは、鉄欠乏が将来の血流感染症（敗血症の原因）リスク増加と関連し、低鉄環境では細菌の鉄隔離と比較して免疫防御機構が抑制される可能性を示唆しました[27]。一方、鉄補充研究では静脈内鉄療法が感染リスク増加と関連するという論争もあります[28]。鉄剤は物理化学的特性が大きく異なり、異なる生物学的特性を持つことに注意すべきです[29]。FMTでは鉄コアが炭水化物シェルで包まれており、低毒性、リソソーム取り込みと分解をもたらします[30, 31]。FMTは患者や動物モデルで肝毒性を引き起こさず、通常2ヶ月以内に代謝されることが報告されています[32]。我々のデータでは、FMTが初期敗血症で炎症性サイトカイン産生を増加させないことが示され、敗血症でのFMT投与が可能であることを示唆しています。

結論

本研究はFMTの新規免疫調節特性を実証しましたが、FMTによるMDSC抑制機構の解明にはさらなる研究が必要です。さらに、敗血症関連免疫抑制治療の魅力的な治療アプローチを提供し、MDSCを標的とすることが敗血症時の免疫応答回復の有望な新選択肢となり得ます。

データと材料の入手可能性

本研究で使用・分析されたデータセットは、対応著者から合理的な要請により入手可能です。

略語

ALT:

アラニンアミノトランスフェラーゼ

Arg1:

アルギナーゼ1

AST:

アスパラギン酸アミノトランスフェラーゼ

FMT:

フェルモキシトール

G-MDSC/PMN-MDSC:

多形核MDSC/顆粒球性MDSC

HE:

ヘマトキシリン・エオシン

IL-1β:

インターロイキン-1β

iNOS:

誘導性一酸化窒素シンターゼ

LPS:

リポ多糖

MCP-1:

単球遊走蛋白1

MDSC:

骨髄由来抑制細胞

MHC II:

主要組織適合性複合体II類

M-MDSC:

単球性MDSC

PBS:

リン酸緩衝生理食塩水

ROS:

活性酸素種

TLR:

Toll様受容体

TNF-α:

腫瘍壊死因子α