卵巣癌の腫瘍標的化およびpH感受性セラノスティックナノプラットフォームとしての低強度集束超音波誘導相転移を伴うクルクミン負荷ナノ粒子

はじめに

卵巣がんは転移性が高く致命的な疾患であり、死亡率が高くなります[1、2]。初期の臨床症状は目立たないため、ほとんどの患者が診断された時点で、腫瘍細胞はすでに高度に転移性になっています[3]。クリニックで一般的に使用されている治療法は、細胞減少手術と化学療法の併用であり、進行性疾患の患者の5年生存率は非常に低いです[4]。したがって、患者の全生存期間を改善するために、卵巣癌の治療と診断のための新しい戦略を開発することが急務です。最近、標的療法と画像診断機能を組み合わせたナノプラットフォームが、腫瘍の効果的な治療のための代替治療戦略を提供しました[5,6,7]。

近年、音響応答ナノプラットフォーム（ARN）は、腫瘍の治療や診断研究で広く使用されています[8、9]。 ARNは通常、マイクロバブル（MB）またはナノ粒子（NP）モデルとして設計されています[10、11、12]。 MBと比較して、NPは粒子サイズが小さく、透過性が高く、薬物動態サイクルが長く、安定性が高く、表面修飾能力が容易です[13]。音響応答性を実現するために、パーフルオロペンタン（PFP）、パーフルオロヘキサン（PFH）、パーフルオロオクチルブロミド（PFOB）などのさまざまな種類の相変態液体フルオロカーボンが一般的に使用されています[14、15、16、17、18、19]。これらの液体フルオロカーボンは、外部集束超音波刺激下での音響液滴気化（ADV）効果を介して、気泡またはバーストさえも生成する可能性があります。このプロセスは、ARNに強化された超音波造影機能を提供します。これらの液体フルオロカーボンの中で、PFPは沸点が低く（29.2°C）、体内でガス化する傾向があり、ガス塞栓症を引き起こします。 PFOBは非常に高い沸点（144°C）を持ち、液体-蒸気相変化を引き起こすために超高強度の超音波を必要とします。したがって、PFHは、沸点が56°Cの理想的な相変態材料と見なされます。ただし、PFHは疎水性であるため、ナノ粒子内にカプセル化して水溶性にすることをお勧めします。現在、液体フルオロカーボンをカプセル化するために、リポソーム、PLGA、有機メソポーラス、有機ポリマーなどのさまざまな材料が報告されています[20、21、22、23、24]。同時に、これらの担体に抗がん剤を充填して、ARNに化学療法機能を持たせ、音響制御された薬物放出の能力を示すことができます[16、19]。これらの音響応答性ナノプラットフォームは、優れた腫瘍診断および治療統合機能を示すことが報告されていますが、ナノキャリアの生体適合性は依然として臨床的変革の懸念事項です。近年、鉄を含まないフェリチンナノケージは、内因性タンパク質であり、pH感受性が高いため、ドラッグデリバリービヒクルとして広く使用されています[25、26、27]。それらは酸性環境で分解し、アルカリ性環境で再集合する可能性があります。これにより、フェリチンは生体適合性が高く、薬物の負荷と放出の能力が制御されます。

この研究では、フェリチンを担体として使用して、PFHとクルクミン（Cur）の両方をロードし、タンパク質表面の腫瘍特異的ターゲティング分子FAを修飾して、多機能ナノプラットフォーム（FA-FCP）を取得しました。クルクミンは天然のポリフェノールで、ターメリックから抽出され、優れた抗がん効果があると報告されています。しかし、その水溶性は低い[28,29,30,31]。 FA-FCPは、PFHとCurの水溶性を改善し、さまざまな媒体で高い生理学的安定性を持ち、invivoおよびinvitroで良好な生体適合性とバイオセーフティを備えています。 LIFUの条件下でpH =5.0の場合、FA-FCPは24時間以内に大量の薬物を放出します（53.2％）。 LIFU（7 W）処理の4分後、pH =5.0のFA-FCPは、造影剤増強超音波イメージングを提供します。 FA受容体を介したエンドサイトーシスにより、FA-FCPは細胞に容易に侵入し、リソソームに移動する可能性があります。 FA-FCPの注射の18時間後、腫瘍部位はLIFUによって刺激され、腫瘍は造影剤増強超音波画像を示した。インビボおよびインビトロ実験は、FA-FCPが腫瘍治療に有意な効果を有することを示した。これらの結果は、非侵襲的、リガンド/受容体を介したターゲティング、LIFUによって引き起こされる相転移、さらには発破、および正確な薬物放出の利点により、FA-FCPが有望な腫瘍治療ナノプラットフォームになることを示しています。

材料と方法

資料

フェリチン（FRT）、葉酸（FA）、およびパーフルオロヘキサン（PFH）は、Sigma（セントルイス、ミズーリ州、米国）から購入しました。クルクミン（Cur）は、Aladdin Industrial Corporation（上海、中国）から購入しました。 NH ₂ -PEG ₂₀₀₀ -FAおよびNH ₂ -PEG ₂₀₀₀ -COOHは、Xi’an Ruixi Biotechnology Co.、Ltd（中国）から供給されました。 1-エチル-3-（3-ジメチルアミノプロピル）カルボジイミド（EDC）および N -ヒドロキシスクシンイミド（NHS）は、Thermo Fisher Scientific（米国、マサチューセッツ州ウォルサム）から購入しました。 Cell Counting Kit-8（CCK-8）は、同仁堂研究所（熊本県）から入手しました。ダルベッコの改良イーグル培地（DMEM）、リン酸緩衝生理食塩水（PBS）、ペニシリン-ストレプトマイシン、トリプシン-EDTA、およびウシ胎児血清（FBS）は、Gibco（Grand Island、NY、USA）から購入しました。

FA-FCPの準備

FA-FCPを調製するために、最初に10mgのFRTを10mlの水に溶解しました。合計10mgのCurを0.3mlのDMSOに溶解しました。 2種類の溶液と1mlのPFHを、pH5.0の条件下で30分間の氷浴超音波処理下で混合しました。その後、混合物のｐＨ値を７．４に調整して、ＣｕｒおよびＰＦＨをロードしたＦＲＴ（ＦＣＰ）を得た。第二に、標的分子FAは、カルボジイミド法によってFCPと共有結合しました[8]。簡単に言えば、5 mg NH ₂ -PEG ₂₀₀₀ -FAは、EDC（5 mg / ml）およびNHS（20 mg / ml）の存在下で上記のFCP溶液に添加されました。わずかに攪拌しながら室温で3時間反応させた後、混合物を蒸留水（MWカットオフ=12 kDa）に対して24時間透析することにより精製し、FA結合FCP（FA-FCP）を得ました。 Cur負荷率は、UV-Vis分光光度計によって426 nmで検出され、（A _a −a _b ）/ A _c 、ここでA _a 、A _b およびA _c それぞれ、FA-FCP、FA-FP、およびFA-FPの重量を表します。

特性

ナノ粒子のサイズとゼータ電位は、ゼータサイザー（Malvern、NanoZS、英国）によってテストされました。ナノ粒子の形態は、透過型電子顕微鏡法（TEM、日立、日本）および原子間力顕微鏡法（AFM、Agilent Technologies 5500LS、アリゾナ州チャンドラー）によって観察されました。ナノ粒子の細胞への取り込みは、共焦点レーザー走査顕微鏡（LEXT OLS4100、オリンパス、日本）およびフローサイトメトリー（BD、ニュージャージー州フランクリンレイクス）によって検出されました。吸収スペクトルは、UV-Vis分光光度計（UV1800、島津製作所、日本）によって取得されました。

細胞培養と動物モデル

ヒト卵巣癌細胞株SK-OV-3は、中国科学アカデミーの上海細胞生物学研究所から提供されました。細胞は、5％CO ₂ 中の10％ウシ胎児血清および1％ペニシリン-ストレプトマイシン溶液を含むDMEM培地で培養されました。 37°Cで。

Balb / cヌードマウス（雌、約5週間）は、Vital River Laboratory Animal Technology Co.、Ltd。（北京、中国）から提供されました。 SK-OV-3腫瘍モデルの場合、1×10 ⁶ マウスの右後部に細胞を皮下注射した。すべての実験手順は、四川医科学アカデミーの実験動物の管理と使用に関するガイドラインに従って実施され、四川医科学アカデミーの倫理委員会によって承認されました。

pH / LIFUでトリガーされたCurリリース

FA-FCP水溶液を4つの部分に分け、透析バッグ（MW 5000）にロードしました。次に、それらをそれぞれ5.0および7.4のpHを有する10mlのPBS溶液に透析した。 3時間後、水溶液をLIFUの有無にかかわらず処理しました（7 W、5分）（50％のデューティサイクル、パルス波モード、および次の手順は一貫性を保っています）。特定の時点で、1 mlの透析液を除去し、等量および等pHのブランク溶液を添加しました。透析液を取り出し、UV-Vis分光計で測定し、Curの濃度を計算しました。

FA-FCPのADVプロパティとUSイメージング機能

pH =5.0および7.4条件のFA-FCPに、異なる電力のLIFU（5、6、7 W）をアガロースゲルモデルで異なる合計時間（3、4、および5分）照射した後、米国の画像は米国の機器（Esaote Mylab 90、イタリア）で観測され、周波​​数は5〜12 MHz、機械的指数（MI）は0.06です。米国の画像における関心領域の米国の強度は、ImageJソフトウェアによって分析されました。

FA-FCPのターゲティング機能

インビトロでのFA-FCPの標的化能力を実証するために、FITCを使用してナノ粒子を標識しました。簡単に説明すると、1mgのFITCを1mlのDMSOに溶解し、穏やかに攪拌しながらFCPおよびFA-FCPと30分間混合しました。次に、混合溶液を脱イオン水中で一晩透析して、遊離のＦＩＴＣおよびＤＭＳＯを除去し、ＦＩＴＣ標識ナノ粒子を得た。細胞を24時間培養した後、FITC標識ナノ粒子を培養プレートに加えて3時間培養しました。その後、細胞をPBSで3回洗浄し、DAPIで5分間染色し、リゾトラッカーレッドで10分間染色し、4％パラホルムアルデヒドで15分間固定しました。最後に、細胞を共焦点レーザー走査型顕微鏡で観察しました。細胞内の統計的蛍光シグナルは、フローサイトメトリーによって測定および分析されました。

FA-FCPの血液循環と腫瘍蓄積

遊離CurおよびFA-FCP（同じ濃度のCur）を正常なマウスに静脈内注射した。次に、さまざまなグループのマウスの血液を眼窩神経叢からさまざまな時点で収集し、溶解緩衝液に溶解しました。これらの治療群の血液中のCur濃度は、UV-Vis分光計を使用して、可溶化された各血液サンプルのCur吸光度スペクトルによって決定され、組織1グラムあたりの注入量のパーセンテージ（ID％/ g）として定義されました。

腫瘍中のFA-FCPの含有量は、担癌マウスで実施されました。 FA-FCPの0、1、6、12、18、および24時間の静脈内注射後、腫瘍組織を収集し、秤量し、王水溶液で24時間消化しました。これらの治療群の血中Cur濃度は、UV-Vis分光計による各可溶化腫瘍組織のCur吸光度スペクトルによって決定され、組織1グラムあたりの注入量のパーセンテージ（ID％/ g）として定義されました。

InVitroおよびInVivoの抗がん効果

インビトロでの抗癌効果のために、細胞をPBS、Cur、FA-FCP、FCP + LIFU、およびFA-FCP + LIFU（同じCur用量5 mg / kg）で3時間処理した後、LIFU（ 5分、7 W）。処理した細胞をさらに21時間インキュベートしました。その後、処理した細胞の生存率をCCK-8アッセイで検出しました。

インビボでの抗癌効果のために、担癌マウスをランダムに5つのグループに分けた（ n =6）次に、生理食塩水（コントロール）、遊離Cur、FA-FCP、FCP + LIFU、およびFA-FCP + LIFUをそれぞれ静脈内注射しました。治療の24日間、マウスの腫瘍体積と体重を3日ごとに監視しました。腫瘍の大きさはノギスで検出されました。腫瘍の体積=長さ×幅 ² / 2。腫瘍増殖の変化は、V / V ₀ として計算された相対的な腫瘍体積によって示されました。 、ここでV ₀ 初期腫瘍体積を表します。

バイオセーフティの評価

SK-OV-3細胞を96ウェルプレートに1×10 ⁴ の密度で播種しました。 細胞/ウェルおよび24時間付着させた。さまざまな濃度（0、20、40、100、200、および500μg/ ml）のFA-FRT-PFHをSK-OV-3細胞とともに培養しました。 24時間処理した後、細胞を10％CCK-8を含むDMEM培地でインキュベーター内で20分間処理しました。波長450nmでの細胞の吸光度をマルチモードプレートリーダー（Thermo Scientific）で検出し、細胞の生存率を評価しました。さらに、FA-FCPの注射後25日目の健康なマウスの心臓、肝臓、脾臓、肺、および腎臓を含む主要な臓器を収集し、ヘマトキシリンおよびエオシン染色によって分析した。 HE染色画像は​​光学顕微鏡を使用して観察されました。

統計分析

すべてのデータは平均±標準偏差として表されました。統計データはSPSS22.0ソフトウェアで処理されました。学生の t 2つのグループ間の統計的有意性を判断するためにテストが実行されました。 P <0.05は有意差を表します。

結果と考察

FA-FCPの準備と特性評価

スキーム1は、FA-FCPの合成と、腫瘍超音波（US）イメージングおよびinvitroおよびinvivoでのUS化学療法の併用におけるその応用を示しています。 多機能セラノスティック剤FA-FCPは、単純で生体適合性のある自己組織化法によって調製されました。 FA-FCPのTEMおよびAFM画像は、球状の構造を示しています（図1a、挿入図および追加ファイル1：図S1）。 DLS分析では、FA-FCPの平均直径が約47 nm、水中の平均ゼータ電位が-37 mVであることが示されました（図1aおよびb）。水、リン酸緩衝生理食塩水（PBS）、生理食塩水、およびFBSで4週間後、FA-FCPはサイズの安定性を示し（図1c）、調製されたFA-FCPが良好な生理学的安定性を示しました。 FRTの性質[32]。 FA-FCPのUV-vis-NIRスペクトルは、Curの吸収ピークを示し、FA-FCPにCurが存在することを示しています。 Cur負荷率は125.8±2.1％でした。

FA-FCPの組み立て方法、合成プロセス、およびセラノスティックアプリケーションの概略図。

FA-FCPの特性。 a FA-FCPのサイズ分布。挿入図はFA-FCPのTEM画像です。 b FA-FCPのゼータ電位。 c 水中のFA-FCP、リン酸緩衝生理食塩水（PBS）、生理食塩水、ウシ胎児血清（FBS）の28日間でのサイズ変化。 d フリーCur（50μg/ ml）およびFA-FCP（40μg/ ml）のUV-Vis-NIR吸収曲線。

図2は、LIFUを使用した場合と使用しない場合のさまざまなpH条件下でのFA-FCPからのCur-releaseプロファイルを示しています。 LIFU照射なしでは、pH =5.0で放出されたCurは24時間で約30％であり、pH =7.4（5.3％）よりも有意に高かった。ただし、LIFU（7 W、4 min）では、pH =5.0とpH =7.4の両方の条件で放出されたCurが急激に増加しました。ただし、pH =7.4で放出されたCurと比較して、pH =5.0（50％）で放出されたCurは、24時間にわたって明らかに高かった。この機能により、FA-FCPは腫瘍の微小環境で非常に役立ちます。優れた薬物放出は、（1）酸性条件下でのFRTが分解してナノケージを開き、ロードされたCurを放出する可能性があることに起因します。 （2）LIFUは瞬間的な相転移を引き起こし、Curが膨張した多孔質シェルから着実に脱出することを可能にしました。

3時間後のLIFUの有無にかかわらず37°CでのPBS（pH =5.0 / 7.4）中のFA-FCPの薬物累積放出。 ** p <0.01、他のグループと比較して

FA-FCPのinvitroADV効果

FA-FCPは、それぞれ5、6、および7 Wの電力でLIFUにさらされ、pH =7.4または5.0で3〜5分間の持続時間で、電力の最良の条件とLIFUの持続時間およびpH値を評価しました。 。米国の強度はADV効果を表しています。米国の画像（図3aおよびb）および米国の画像の平均グレースケール値（図3cおよびd）によると、ADV効果はpH =7.4で時間/電力に依存する傾向を示し、7Wのパラメーターでピークに達しました。 5分間。ただし、pH =5.0では、ADV効果は7Wのパラメーターで4分間ピークに達しました。パラメータが5W未満で3分間の場合、米国の画像を最適化するにはトリガーされた気泡が不十分でした。ただし、パラメータが7 Wを4分間超えると、生成された気泡のほとんどが崩壊し、徐々に消えていきました。上記の結果は、FA-FCPのADV効果を引き起こすために特定の刺激が不可欠であることを示しています。これは、7Wの電力とpH =5.0で4分間の持続時間でした。

a および b さまざまな持続時間とpH5.0 /7.4でのLIFUのパワーでアガロースゲルと混合したFA-FCPの米国の画像。 c および d 図3aおよびbのUS信号の対応する統計データ

FA-FCPのターゲティング機能

古典的な小分子色素であるFITCを使用してナノ粒子を標識しました。追加ファイル1：図S2に示すように、同じ濃度のFITC標識FCPとFA-FCPの蛍光強度は有意差を示さず、FCPとFA-FCPの標識FITC量の違いが細胞に影響を与えなかったことを示しています。取り込み実験。蛍光画像とFCM分析は、一部のFCPが19.5％の取り込み率で細胞に侵入する可能性があることを示しました（図4aおよびb）。これはおそらく、細胞の表面にFCPの内部移行を促進するフェリチン受容体があるためです。 FAとの結合後、FA-FCPは細胞内で高い蛍光シグナルを示し、取り込み率は44.3％であり、細胞を遊離FAで前処理すると取り込み率が低下しました（13.8％）（図4aおよびb）。上記の結果は、FAコンジュゲーションがFA受容体を介したエンドサイトーシス効果を介してFA-FCPの取り込み率を大幅に増加させることを示しています。

a 遊離FITCおよびFITC標識FCP、FA-FCP + FAおよびFA-FCPで処理された細胞の共焦点蛍光画像。緑と青の色は、それぞれFITCとDAPIの蛍光を表しています。スケールバー=60um。 b FCMによって遊離FITCおよびFITC標識FCP、FA-FCP + FAおよびFA-FCPで処理された細胞内のFITC蛍光シグナル統計データ。 ** p <0.01、他のグループと比較。 c FITC標識FA-FCPおよびリゾトラッカーレッドで処理された細胞の共焦点蛍光画像。緑、青、黄色はそれぞれFITC、DAPI、緑/青の融合蛍光を表しています。スケールバー=60 um

さらに、FA-FCPのオルガネラ局在を、リソソーム特異的染色色素（Lyso-Tracker Red）を使用して調査しました。図4cに示すように、FA-FCPおよびLyso-Tracker Redで処理した細胞は、細胞質でそれぞれ強い緑色および赤色の蛍光を示しました。緑と赤が融合した後、細胞質に強い黄色の蛍光が見られました。これは、FA-FCPがリソソーム（pH≈5.0）に移動できることを示しており、細胞内での薬物放出のトリガーに有益でした。

FA-FCPの血液循環と腫瘍蓄積

図5aに示すように、FA-FCPの半減期は遊離Curの半減期と比較して約7.31 h（8倍の増加）でした。これはおそらくPEGコーティングとFRTカプセル化によるものです。血流中のFA-FCPのこの延長された半減期は、体循環における薬物の保持を改善するのに有益であり、腫瘍部位での薬物の蓄積を促進します[32、33]。さらに、ナノ粒子の注入後0時間から24時間までの腫瘍における遊離CurおよびFA-FCPの動的蓄積を図5bに示します。見てわかるように、FA-FCPは18時間の最高の蓄積を示し、遊離Curは注入後約1時間の最高の蓄積を示しました。これらの結果は、遊離Curと比較して、FA-FCPが腫瘍組織で有意に高い蓄積性能を示したことを示しています。これは、おそらく透過性と保持（EPR）の強化と、FA受容体を介したアクティブターゲティング効果によるものです[34、35]。 / P>

a マウスへの注射後の遊離CurおよびFA-FCPの血液循環。 b 担癌マウスへの注射後の腫瘍組織における遊離CurおよびFA-FCPの含有量。 ** p <0.01、他のグループと比較して

In Vivo US Imaging

4つのグループ（ブランクコントロール+ LIFU、FCP + LIFU、FA-FCP + LIFU、LIFUなしのFA-FCP）で治療されたヌードマウスの腫瘍が、LIFU（7 W、4分）に曝露されているかどうかにかかわらず観察され、さらに調査されました。インビボでのFA-FCPのADVの可能性。図6aに示すように、対照群ではLIFU照射下の腫瘍内に明らかなUSシグナルは観察されませんでした。注射後18時間で、FCP + LIFUを使用したグループ、およびLIFUを使用しないFA-FCPと比較して、FA-FCP + LIFUグループの腫瘍内で有意に強いUS信号が見られました（図6aおよびb）。結果は、FA-FCP + LIFUが腫瘍の米国の画像コントラストを向上させる可能性があることを示しました。

a コントロール+ LIFU、FCP + LIFU、FA-FCP + LIFU、およびLIFUグループなしのFA-FCPの腫瘍の米国画像。 b 異なるグループの腫瘍部位の米国画像の定量的平均グレースケール値。 ** p <0.01、他のグループと比較して

InVitroおよびInVivo抗がん療法

FA-FCPのinvitro細胞毒性をCCK-8アッセイで調べた。図7aに示すように、すべてのグループの細胞生存率は、Cur濃度に依存するパターンを示しました。 LIFUがない場合、遊離Curと比較して、FA-FCPは、おそらくFAターゲティング効果のために、すべての濃度で細胞生存率のより高い阻害を示しました。しかし、FA-FCP + LIFUの細胞生存率阻害は、FP + LIFU、FCP + LIFU、およびLIFUなしのFA-FCPのそれよりも有意に高く、LIFU照射と組み合わせたFA-FCPがより優れた抗腫瘍効率を提供したことを示しています。この結果は主に、LIFUの存在とリソソームの酸性環境によるもので、どちらも薬物放出とキャビテーション効果を誘発する可能性があり、FAを介した腫瘍細胞は効果を標的にします[36,37,38]。

a 異なる濃度のCur、FP + LIFU、FA-FCP、FCP + LIFU、およびFA-FCP + LIFUとインキュベートしたSK-OV-3細胞の細胞生存率。 b コントロール、Cur、FP + LIFU、FA-FCP、FCP + LIFU、およびFA-FCP + LIFUグループのそれぞれにおける担癌ヌードマウスの相対腫瘍体積。 ** p <0.01、他のグループと比較。 c コントロール、Cur、FP + LIFU、FA-FCP、FCP + LIFU、およびFA-FCP + LIFUグループのそれぞれにおける担癌ヌードマウスの治療後の腫瘍重量。 ** p <0.01、他のグループと比較。 d コントロール、Cur、FP + LIFU、FA-FCP、FCP + LIFU、およびFA-FCP + LIFUグループのそれぞれの担癌ヌードマウスの体重。

FA-FCPのinvivo抗癌効果は、担癌ヌードマウスでさらに調査されました。 FA-FCPの腫瘍蓄積結果によると、LIFUは2日ごとにサンプルを静脈内注射してから18時間後に、初日から合計3回実施されました。図7bおよびcに示すように、FA-FCP + LIFUグループの相対腫瘍体積は、24日間の治療後、対照、Cur、FA-FCP、FP + LIFU、およびFCP + LIFUグループと比較して有意に減少しました。 FA-FCPおよびFCP + LIFUグループの腫瘍重量は、コントロールおよびCurグループの腫瘍重量よりも有意に小さかったが、FA-FCP + LIFUグループではさらに抑制された。治療中、これらのグループでは体重の有意な減少はありませんでした（図7d）。 LIFUと組み合わせたFA-FCPの優れた抗腫瘍効果は、主に腫瘍におけるFA-FCPの標的凝集と音響/ pH応答性薬物放出能力によるものでした[39,40,41]。さらに、FA-FCP + LIFUのこの強化された抗腫瘍治療効果は、血流中のFA-FCPの半減期が延長されたために腫瘍部位でのナノ粒子のクリアランスが遅れたことによって説明される可能性があります[42]。 P>

invitroおよびinvivoの生体適合性

FA-FCPのinvitroおよびinvivo生体適合性は、CCK-8アッセイおよびH＆E染色分析によって評価されました。図8aおよびbに示すように、薬物を運ぶFA-FPの細胞生存率および0〜8 WのLIFUの出力はすべて> 90％であり、FA-FPの有意な細胞毒性および使用されたLIFUの出力がないことを示しています。この作業ではinvitroで。図8cは、FA-FCP + LIFUで処理されたマウスの主要臓器のH＆E染色画像を示しており、対照群と比較して組織学的変化は見られません。これらの結果は、invitroおよびinvivoでのFA-FCPの高い生体適合性を示しています。

a FA-FPと24時間インキュベートした後のSK-OV-3細胞の細胞生存率。 b 異なるパワーのLIFUで処理した後のSK-OV-3細胞の細胞生存率。 c ナノ粒子（×200）を静脈内注射してから24日後の対照群およびFA-FCP群の主要臓器のH＆E染色

結論

要約すると、フェリチンナノケージを使用して、抗がん剤Curと腫瘍標的分子FAを搭載した多機能FA-FCPを準備しました。これにより、造影剤増強米国イメージング能力と化学療法手順における正確なターゲティングが実現しました。新しく合成されたFA-FCPは、高いinvitroおよびinvivoの生体適合性を示しました。さらに、FA-FCPは、優れた腫瘍ターゲティング能力、音響/ pHトリガーCur放出、および超音波イメージング用のLIFUによる音響応答相転移を示しました。 FA-FCPのこれらのユニークな特性を考えると、全身毒性のない重要な腫瘍阻害因子として適用できます。このような新規で生体適合性のあるセラノスティックナノプラットフォームは、超音波画像と改善された治療効果を統合して、癌治療の有望なパラダイムを提供することが期待されています。

データと資料の可用性

この原稿でなされた結論は、この論文で提示され示されているデータ（本文と図）に基づいています

略語

米国：

超音波

FA：

葉酸

FRT：

フェリチン

PFH：

パーフルオロヘキサン

LIFU：

低強度集束超音波

ADV：

音響液滴の気化

FITC：

フルオレセインイソチオシアネート

CCK-8：

細胞計数キット-8

FBS：

ウシ胎児血清

EDC：

1-エチル-3-（3-ジメチルアミノプロピル）カルボジイミド

NHS：

N -ヒドロキシスクシンイミド

Cur：

クルクミン